Instituto SINCHI Proyectos

Se incluirá la mayor información posible de ejemplares de salamandras depositados en distintas colecciones nacionales y extranjeras (Ecuador, Perú y Brasil), de las cuales ya se cuenta con 600 ejemplares examinados (fotografías, mediciones, imágenes de microtomógrafo, e información molecular). Además, se realizarán dos o tres expediciones puntuales de máximo 10 días para aquellas especies nuevas que sean fáciles de diagnosticar, pero que contenga poca información o pocos especímenes colectados en las colecciones anteriormente mencionadas. Los sitios serán definidos una vez que se hayan examinado los ejemplares de las colecciones y se establezca la necesidad puntual de información adicional. Los ejemplares colectados serán fijados y preservados de acuerdo con los estándares de las colecciones herpetológicas y depositados en las respectivas colecciones nacional que corresponda.

Se hará revisión morfológica de cada ejemplar, se determinará el sexo y la morfometría de acuerdo con Brame & Wake (1963), Wake & Brame (1972), Brcko et al. (2013). Para la osteología la terminología de las estructuras óseas será basada en la amplia revisión realizada por Wake (1966) para toda la familia. Aparte de tomografías micocomputarizadas de rayos-X en alta resolución con las que se cuenta, se hará el aclaramiento y tinción propuesta por Wassersug (1976). Se obtendrán secuencias de los ejemplares de los que se tenga tejido mediante la técnica de la reacción de cadena de la polimerasa (PCR) y los productos serán secuenciados en ambas direcciones usando el secuenciamiento por Sanger. Se usará el programa Sequencher 4.1.4 (Gene Codes Corporation, Ann Arbor, MI, USA) para ensamblar los contings y editar la secuencia consenso por inspección directo usando los cromatogramas originales. Se usarán primers del 16S, COI, CYTB, POMC y RAG1 y para el análisis filogenético, se descargarán secuencias homólogas en GenBank disponibles a la fecha. La búsqueda del mejor árbol será realizada bajo el método de optimización de Máxima Verosimilitud en el programa IQTREE v. 2.0.6 (Minh et al., 2020). Para la delimitación de especies serán estimadas las distancias genéticas para los marcadores mitocondriales 16S y CTYB de los nuevos especímenes secuenciados con respecto aquella(s) especie(s) que están más próximamente relacionadas en base al árbol filogenético, usando la función “dist.dna()” del paquete APE (Paradis & Schliep, 2019).

Para evaluar la variación de las medidas morfométricas con las unidades evolutivas previamente delimitadas por los diferentes algoritmos anteriormente mencionados, se realizará un análisis de componente principales (ACP) para retener gran parte de la variación de todas las medidas dentro de los primeros componentes (CP) independientemente. Se analizarán dos conjuntos de datos, el primero con los datos brutos resultantes de las mediciones, y el segundo removiendo el efecto del tamaño mediante los residuos de las regresiones de cada una de las variables con el tamaño. Esto último con el fin de que el tamaño puede enmascarar las verdaderas diferencias, además de corregir debido al tamaño muestral que pueden presentar algunas de los linajes delimitados (Brown & Vavrek, 2015). Para evaluar si hay diferencias entre las medidas morfométricas entre las diferentes variables para cada uno de los linajes evolutivos, se usará la prueba no-paramatrica de Kruskal-Wallis para determinar si hay diferencias en general en la función ‘kruskal.test()’ del paquete stats en R, posteriormente la prueba de par a par de Wilcox para saber entre qué linajes se encuentra las diferencias usando la función ‘pairwise.wilcox.test()’ del paquete stats en R.

Descripción de especies nuevas: la descripción de las especies nuevas solo se realizará mediante la congruencia de los resultados filogenéticos, distancias genéticas, algoritmos de delimitación de especies, así como los análisis morfométricos. La mayoría de estas evidencias deben soportar las independencias de las historias evolutivas de cada uno de los linajes definidos entre las especies más próximas relacionadas, así como de aquellas que se encuentren cerca geográficamente (Padial & De La Riva, 2010; Padial et al. 2010). Además, será complementado con las potenciales diferencias en los patrones de coloración, forma y tamaño de estructuras de la morfología externa y osteológicas, así como de su distribución. La terminología será basada en Brame & Wake (1963), Wake (1966), Wake & Brame (1972), Brcko et al. (2013)

Biogeografía: para generar el árbol datado se implementará el modelo Bayeasiano del reloj molecular relajado del programa BEAST v.2.6.0 (Bouckaert et al., 2014), usando la base de dato moleculares, condicionamientos de los puntos de datación, y fijando la topología más optima de Máxima Verosimilitud. Se utilizarán tres puntos para calibrar el árbol filogenético basado en Shen et al. (2013), que consisten en la separación de las familias Hynobiidae y Cryptobranchidae hace 155 Ma (Chunerpeton tianyiensis; Gao & Shubin 2003), separación entre las familas Amphiumidae y Plethodontidae hace 65.5 Ma (Proamphiuma cretacea; Gardner 2003), y la separación entre los clados de Plethodon del oriente y occidente hace 25 Ma (Tihen & Wake 1981).

Para reconstruir la historia biogeográfica de Bolitoglossa se utilizará las provincias definidas por Morrone (2014), donde se construirá una matriz de presencia/ausencia en base a los registros de distribución de cada una de las especies. La reconstrucción de las áreas ancestrales y de los eventos biogeográficos se estimarán basado en los métodos de probabilidad del paquete BioGeoBEARS (Matzke 2013), restringiendo los eventos solamente en las regiones adyacentes. Para ello se evaluará el ajuste de tres modelos biogeográficos: Dispersiónextinción-cladogénesis (DEC; Ree & Smith 2008), DIVALIKE (Ronquist 1997), y BAYAREA (Landis et al. 2013). El mejor modelo será seleccionado usando el criterio de Akaike.